Том 29 №1

Содержание

1. К ВОПРОСУ О ВЗАИМНОЙ КОРРЕЛЯЦИИ ИМПУЛЬСНОЙ АКТИВНОСТИ НЕЙРОНОВ СЛУХОВОГО ПУТИ (АНАЛИТИЧЕСКИЙ ОБЗОР)
2. ОРГАНИЗАЦИЯ ДИРЕКЦИОНАЛЬНОЙ ИЗБИРАТЕЛЬНОСТИ ГАНГЛИОЗНЫХ КЛЕТОК СЕТЧАТКИ. ОБЗОР
3. РАСПОЗНАВАНИЕ ПРОЕКТИВНО ПРЕОБРАЗОВАННЫХ ПЛОСКИХ ФИГУР. VIII. О ВЫЧИСЛЕНИИ АНСАМБЛЯ РОТАЦИОННОЙ КОРРЕСПОНДЕНЦИИ ОВАЛОВ С СИММЕТРИЕЙ ВРАЩЕНИЯ
4. РАЗЛИЧИЯ МЕТАБОЛИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТИ В ГЛАЗОСПЕЦИФИЧНЫХ СЛОЯХ ДОРСАЛЬНОГО ЯДРА НАРУЖНОГО КОЛЕНЧАТОГО ТЕЛА КОШЕК ПРИ НАРУШЕНИИ БИНОКУЛЯРНОГО ЗРЕНИЯ
5. ВЛИЯНИЕ МАСКИРОВКИ НА ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТЬ СЛУХА К ДИНАМИЧЕСКИМ ИЗМЕНЕНИЯМ СПЕКТРАЛЬНОГО РИСУНКА ЗВУКОВОГО СИГНАЛА В ЗАВИСИМОСТИ ОТ ОТНОШЕНИЯ ИНТЕНСИВНОСТЕЙ МАСКЕРА И СИГНАЛА
6. ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТЬ РАЗЛИЧНЫХ УЧАСТКОВ ГОЛОВЫ КИТА БЕЛУХИ К АКУСТИЧЕСКИМ СТИМУЛАМ: ПРОВЕРКА ГИПОТЕЗ ЗВУКОПРОВЕДЕНИЯ У КИТООБРАЗНЫХ
7. БИОСЕНСОРНАЯ ТЕСТ-СИСТЕМА ДЛЯ ОПРЕДЕЛЕНИЯ ФИЗИОЛОГИЧЕСКИХ КОНЦЕНТРАЦИЙ ГЕПАРИНА

С целью изучения изменений в зрительных подкорковых структурах при ранних нарушениях бинокулярного зрения оценивали функциональную активность нейронов в дорсальном ядре наружного коленчатого тела (НКТд) у взрослых монокулярно депривированных кошек и кошек с косоглазием, вызванным тенотомией глазных мышц. Использовали гистохимический метод выявления цитохромоксидазы (ЦО) – митохондриального фермента дыхательной цепи, уровень активности которого коррелирует с функциональной активностью клеток. На изображениях окрашенных срезов ядра измеряли оптическую плотность в глазоспецифичных слоях А и А1 в зоне проекции центральных пяти угловых градусов поля зрения и вычисляли контраст (К) между значениями оптической плотности в этих слоях. У монокулярно депривированных кошек значение контраста в полушарии, контралатеральном депривированному глазу, было отрицательным, а в полушарии, ипсилатеральном депривированному глазу, – положительным. Подобные межполушарные различия в значениях К наблюдались у кошек с унилатеральным (конвергентным и дивергентным) косоглазием, а также у кошек с билатеральным косоглазием. При этом модуль значений К у кошек с нарушениями бинокулярного зрения был достоверно больше, чем у интактных кошек, у которых отличие К от нуля определялось доминированием одного глаза. Предполагается, что выявленные различия в оптической плотности слоев А и А1 НКТд обусловлены снижением функциональной активности нейронов, получающих входы из депривированного или косящего глаза. Подобные различия, наблюдаемые при билатеральном косоглазии, также предполагают снижение активности одного из глаз у таких животных.

Ключевые слова: кошка, наружное коленчатое тело, косоглазие, монокулярная депривация, цито-хромоксидаза

Список литературы:

• Алексеенко С.В., Шкорбатова П.Ю., Топорова С.Н., Солнушкин С.Д. Влияние косоглазия и монокулярной депривации на структуру межполушарных связей в проекционных зрительных полях коры кошки // Сенсорные системы. 2012. Т. 26. No 2. С. 106–116.
• Меркульева Н.С., Макаров Ф.Н. Особенности активности цитохромоксидазы нейронов зрительной системы котят, выросших в условиях мелькающего освещения // Морфология. 2004. Т. 126. No 5. С. 20–23.
• Рычкова С.И., Васильева Н.Н. Взаимоотношение монокулярных и бинокулярных механизмов пространственного восприятия при разных видах амблиопии // Сенсорные системы. 2011. Т. 25. No 3. С. 119–130.
• Хватова К.В., Слышалова Н.Н., Вакурина А.Е. Амблиопия: зрительные функции, патогенез и принципы лечения // Зрительные функции и их коррекция у детей / Под ред. Аветисова С.Э., Кащенко Т.П., Шамшиновой А.М. М.: Медицина. 2005. С. 202– 220.
• Чихман В.Н., Солнушкин С.Д., Алексеенко С.В. Компьютерный анализ изображений срезов зрительной коры мозга // Тр. 7-го Междунар. междисциплинарного конгр. “Нейронаука для медицины и психологии” / Под ред. Е.В. Лосевой, Н.А. Логиновой. М.: МАКС Пресс, 2011. С. 454.
• Carr P.A., Yamamoto T., Staines W.A., Whittaker M.E., Nagy J.I. Quantitative histochemical analysis of cytochrome oxidase in rat dorsal root ganglia and its colocalization with carbonic anhydrase // Neuroscience. 1989. V. 33. No 2. P. 351–362.
• Conway B.R., Boyd J.D., Stewart T.H., Matsubara J.A. The projection from V1 to extrastriate area 21a: a second patchy efferent pathway that colocalizes with the CO blob columns in cat visual cortex // Cerebral Cortex. 2000. V. 10. No 2. P. 149–159.
• Daw N.W. Visual development. New York: Springer, 2006. 268 p.
• Dyck R.H., Cynader M.S. An interdigitated columnar mosaic of cytochrome oxidase, zinc, and neurotransmitterrelated molecules in cat and monkey visual cortex // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. No 19. P. 9066– 9069.
• Garraghty P.E., Besheer J.,Salinger W.L. Cell size in the lateral geniculate nucleus of cats reared with esotropia and sagittal transection of the optic chiasm // Brain Res Dev Brain Res. 1997. V 100 No 1. P. 127–129.
• Gonzalez-Lima F., Cada A. Quantitative histochemistry of cytochrome oxidase activity // Сytochrome oxidase in neuronal metabolism and Alzheimer’s disease / Ed. F. Gonzalez-Lima. New York: Plenum Press, 1998. P. 55–90.
• Guillery R.W., Stelzner D.J. The differential effects of unilateral lid closure upon the monocular and binocular segments of the dorsal lateral geniculate nucleus in the cat // J. Comp. Neurol. 1970. V. 139. No 4. P. 413–421.
• Hevner R.F., Wong-Riley M.T. Regulation of cytochrome oxidase protein levels by functional activity in the macaque monkey visual system // J. Neurosci. 1990. V. 10. No 4. P. 1331–1340.
• Horton J.C., Hocking D.R. Effect of early monocular enucleation upon ocular dominance columns and cytochrome oxidase activity in monkey and human visual cortex // Vis. Neurosci. 1998. V. 15. No 2. P. 289– 303.
• Hubel D.H., Wiesel T.N. Brain and visual perception. New York.: Oxford Univ. Press, 2005. 744 p.
• Ikeda H., Plant G.T., Tremain K.E. Nasal field loss in kittens reared with convergent squint: neurophysiological and morphological studies of the lateral geniculate nucleus // J. Physiol. 1977. V. 270. No 2. P. 345–366.
• Jones K.R., Kalil R.E., Spear P.D. Effects of strabismus on responsivity, spatial resolution, and contrast sensitivity of cat lateral geniculate neurons // J. Neurophysiol. 1984. V. 52. P. 538–552.
• Kalil R.E., Spear P. D., Langsetmo A. Response properties of striate cortex neurons in cats raised with divergent or convergent strabismus // J. Neurophysiol. 1984. V. 52. P. 514–537.
• Kiorpes L., Kiper D.C., O’Keefe L.P., Cavanaugh J.R., Movshon J.A. Neuronal сorrelates of amblyopia in the visual cortex of macaque monkeys with experimental strabismus and anisometropia // J. Neurosci. 1998. V. 18. No 16. P. 6411–6424.
• Murphy K.M., Jones D.G., Van Sluyters R.C. Cytochromeoxidase blobs in сat primary visual cortex // J. Neurosci. 1995. V. 15. No 6. P. 4196–4208.
• Murphy K.M., Duffy K.R., Jones D.G., Mitchell D.E. Development of cytochrome oxidase blobs in visual cortex of normal and visually deprived cats // Cereb. Cortex. 2001. V. 11. No 2. P. 122–135.
• Muckli L., Kiess S., Tonhausen N., Singer W., Goebel R., Sireteanu R. Cerebral correlates of impaired grating perception in individual, psychophysically assessed human amblyopes // Vision Res. 2006. V. 46. No 4. P. 506–526.
• Payne B.R., Lomber S.G. Age dependent modification of cytochrome oxidase activity in the cat dorsal lateral geniculate nucleus following removal of primary visual cortex // Vis. Neurosci. 1996. V. 13. No 5. P. 805–816.
• Sanderson K.J. The projection of the visual field to the lateral geniculate and medial interlaminar nuclei in the cat // J. Comp. Neurol. 1971. V. 143. No 1. P. 101–108.
• Sasaki Y., Cheng H., Smith E.L., III, Chino Y. Effects of early discordant binocular vision on the postnatal development of parvocellular neurons in the monkey lateral geniculate nucleus // Exp. Brain Res. 1998. V. 118. No 3. P. 341–351.
• Sengpiel F., Blakemore C. The neural basis of suppression and amblyopia in strabismus // Eye (Lond). 1996. V. 10. No 2. P. 250–258.
• Sherman S.M., Hoffmann K. P., Stone J. Loss of a specific cell type from dorsal lateral geniculate nucleus in visually deprived cats // J. Neurophysiol. 1972. V. 35. No 4. P. 532–541.
• Sireteanu R., Fronius M., Singer W. Binocular interaction in the peripheral visual field of humans with strabismic and anisometropic amblyopia // Vision Res. 1981. V. 21. No 7. P. 1065–1074.
• Sloper J.J., Headon M.P., Powell T.P. Changes in the size of cells in the monocular segment of the primate lateral geniculate nucleus during normal development and following visual deprivation // Brain Res. 1987. V. 528, No 2. P. 267–276.
• Von Noorden G.K., Crawford M. L., Middle-Ditch P.R. The effects of monocular visual deprivation: disuse or binocular interaction // Brain Res. 1976. V. 111. No 2. P. 277–285.
• Von Noorden G.K., Crawford M.L. The lateral geniculate nucleus in human strabismic amblyopia // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1992. V. 33. No 9. P. 2729–2732.
• Von Noorden G.K., Middleditch P.R. Histology of the monkey lateral geniculate nucleus after unilateral lid closure and experimental strabismus: further observations // Invest Ophthalmol. 1975. V. 14. No 9. P. 674– 683.
• Webber A.L., Wood J. Amblyopia: prevalence, natural history, functional effects and treatment // Clinical and Experimental Optometry. 2005. V. 88. No 6. P. 365– 375.
• Wiesel T.N., Hubel D.H. Single-cell responses in striate cortex of kittens deprived of vision in one eye // J. Neurophysiol. 1963. V. 26. P. 1003–1017.
• Wong-Riley M. Changes in the visual system of monocularly sutured or enucleated cats demonstrable with cytochrome oxidase histochemistry // Brain Res. 1979. V. 171, No 1. P. 11–28.
• Wong-Riley M., Riley D.A. The effect of impulse blockade on cytochrome oxidase activity in the cat visual system // Brain. Res. 1983. V. 261. No 2. P. 185–193.