Том 33 №2

Содержание

1. РАСЧЕТ ОПТИЧЕСКОЙ СИСТЕМЫ ГЛАЗА КИТООБРАЗНЫХ
2. НЕЙРОФИЗИОЛОГИЧЕСКИЕ МЕХАНИЗМЫ СРАВНЕНИЯ ДВУХ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНЫХ ОРИЕНТАЦИЙ В ЗАДАЧЕ РАБОЧЕЙ ПАМЯТИ
3. ВКЛАД КРАЙНЕЙ ПЕРИФЕРИИ СЕТЧАТКИ В КОНСТАНТНОСТЬ ЦВЕТОВОСПРИЯТИЯ: СВИДЕТЕЛЬСТВА, ПОЛУЧЕННЫЕ БЛАГОДАРЯ КОНТАКТНЫМ ЛИНЗАМ С ИМПЛАНТИРОВАННЫМИ ОККЛЮДЕРАМИ
4. УЧАСТИЕ СПЕКТРАЛЬНОГО И ВРЕМЕННОГО МЕХАНИЗМОВ В АНАЛИЗЕ СЛОЖНЫХ ЗВУКОВЫХ СИГНАЛОВ
5. РОЛЬ ДОНОРА МОЛЕКУЛ NO В РЕГУЛЯЦИИ ОТВЕТОВ ПЕРВИЧНОГО СЕНСОРНОГО НЕЙРОНА
6. ИСПОЛЬЗОВАНИЕ МОБИЛЬНЫХ УСТРОЙСТВ ДЛЯ ВЫЯВЛЕНИЯ ПРИЗНАКОВ ФАБРИКАЦИИ ДОКУМЕНТОВ, УДОСТОВЕРЯЮЩИХ ЛИЧНОСТЬ
7. ПЕРЕХОДНЫЕ ПРОЦЕССЫ ЗРИТЕЛЬНЫХ ВЫЗВАННЫХ ПОТЕНЦИАЛОВ В ЗАДАЧАХ ИНТЕРФЕЙСОВ ЧЕЛОВЕК-КОМПЬЮТЕР
8. АЛГЕБРАИЧЕСКАЯ РЕКОНСТРУКЦИЯ В УСЛОВИЯХ НЕДОСТАТКА ПАМЯТИ ГРАФИЧЕСКОГО ПРОЦЕССОРА В ЗАДАЧЕ КОМПЬЮТЕРНОЙ ТОМОГРАФИИ
9. НОВЫЙ КРИТЕРИЙ ОБУЧЕНИЯ НЕЙРОСЕТЕВОГО ЭНКОДЕРА В ЗАДАЧЕ СЕГМЕНТАЦИИ СТРОКИ НА СИМВОЛЫ

Методами локальной фиксации потенциала и органотипической культуры нервной ткани исследованы эффекты донора молекул NO нитропруссида натрия (SNP) на первичные сенсорные нейроны. SNP (10–2 моль/л) снижает потенциалочувствительность каналов NaV1.8, ответственных за кодирование ноцицептивной информации. Методом органотипической культуры установлено, что данный агент также ингибирует рост нейритов при концентрациях, превышающих 10–4 моль/л. Полученные результаты позволяют заключить, что антиноцицептивный эффект SNP, основанный на снижении потенциалочувствительности каналов NaV1.8, сопряжен с его негативным ингибирующим действием на развитие эмбриональной нервной ткани теплокровных животных. На уровне первичного сенсорного нейрона модулирующее действие NO-ергической системы на ноцицептивную систему представляется маловероятным.

Ключевые слова: ноцицепция, сенсорные нейроны, метод локальной фиксации потенциала, метод органотипического культивирования, каналы NaV1.8, нитропруссид натрия

DOI: 10.1134/S0235009219020069

Список литературы:

• Крылов Б.В., Дербенев А.В., Подзорова С.А., Людыно М.И., Кузьмин А.В., Изварина Н.Л. Морфин уменьшает чувствительность к потенциалу медленных натриевых каналов. Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 1999. Т. 85. № 2. С. 225–236.
• Плахова В.Б., Подзорова С.А., Мищенко И.В., Баграев Н.Т., Клячкин Л.Е., Маляренко А.М., Романов В.В., Крылов Б.В. Возможные механизмы действия инфракрасного излучения на мембрану сенсорного нейрона. Сенсорные системы. 2003. Т. 17. № 1. С. 24–31.
• Плахова В.Б., Рогачевский И.В., Шелых Т.Н., Подзорова С.А., Крылов Б.В. Циклический полипептид PP-14 модулирует потенциалочувствительность медленных натриевых каналов. Сенсорные системы. 2016. Т. 30. № 3. С. 234–240.
• Ahern G.P., Klyachko V.A., Jackson M.B. cGMP and S-nitrosylation: two routes for modulation of neuronal excitability by NO. Trends in Neurosci. 2002. V. 25. № 10. P. 510–517.
• Almers W. Gating currents and charge movements in excitable membranes. Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 1978. V. 82. P. 97–190.
• Borovikova L., Borovikov D., Ermishkin V., Revenko S. The resistance of cutaneous feline C-fiber mechanoheat-sensitive unit termination to tetrodotoxin and its possible relation to tetrodotoxinresistant sodium channels. Prim. Sens. Neuron. 1997. V. 2. № 1. P. 65–75.
• Calabrese V., Mancuso C., Calvani M., Rizzarelli E., Butterfield D.A., Stella A.M. Nitric oxide in the central nervous system: neuroprotection versus neurotoxicity. Nat. Rev. Neurosci. 2007. V. 8. № 10. P. 766–775. DOI: 10.1038/nrn2214
• Cury Y., Picolo G., Gutierrez V.P., Ferreira S.H. Pain and analgesia: the dual effect of nitric oxide in the nociceptive system. Nitric Oxide. 2011. V. 25. № 3. P. 243–254. DOI: 10.1016/j.niox.2011.06.004
• Elliott A.A., Elliott J.R. Characterization of TTX-sensitive and TTX-resistant sodium currents in small cells from adult rat dorsal root ganglia. J. Physiol (Lond). 1993. V. 463. № 4. P. 39–56.
• Gold M.S., Reichling D.B., Shuster M.J., Levine J.D. Hyperalgesic agents increase a tetrodotoxin-resistant Na+ current in nociceptors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. № 3. P. 1108–1112.
• Hamill O.P., Marty A., Neher E., Sakmann B., Sigworth F. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflügers. Arch. 1981. V. 391. № 1. P. 85–100.
• Hammarström A.K.M., Gage P.W. Nitric oxide increases persistent sodium current in rat hippocampal neurons. J. Physiol. 1999. V. 520. № 2. P. 451–461.
• Hodgkin A.L., Huxley A.F. Currents carried by sodium and potassium ions through the membrane of the giant axon of Loligo. J. Physiol. 1952. V. 116. № 4. P. 449–472.
• Jarvis M.F., Honore P., Shieh C.C., Chapman M., Joshi S., Zhang X.F., Kort M., Carroll W., Marron B., Atkinson R., Thomas J., Liu D., Krambis M., Liu Y., McGaraughty S., Chu K., Roeloffs R., Zhong C., Mikusa J.P., Hernandez G., Gauvin D., Wade C., Zhu C., Pai M., Scanio M., Shi L., Drizin I., Gregg R., Matulenko M., Hakeem A., Gross M., Johnson M., Marsh K., Wagoner P.K., Sullivan J.P., Faltynek C.R., Krafte D.S. A-803467, a potent and selective Nav1.8 sodium channel blocker, attenuates neuropathic and inflammatory pain in the rat. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. № 20. P. 8520–8525. DOI: 10.1073/pnas.0611364104
• Kostyuk P.G., Krishtal O.A., Pidoplichko V.I. Effect of internal fluoride and phosphate on membrane currents during intracellular dialysis of nerve cells. Nature. 1975. V. 257. № 5528. P. 691–693.
• Kostyuk P.G., Veselovsky N.S., Tsyndrenko A.Y. Ionic currents in the somatic membrane of rat dorsal root ganglion neurons – I. Sodium currents. Neuroscience. 1981. V. 6. № 12. P. 2423–2430.
• Krylov B.V., Rogachevskii I.V., Shelykh T.N., Plakhova V.B. Frontiers in pain science. Volume 1. New nonopioid analgesics: understanding molecular mechanisms on the basis of patch-clamp and quantumchemical studies. Sharjah, U.A.E., Bentham Science Publishers Ltd., 2017. 203 p.
• Liu X., Tang L., Chen B., Jiang W. Role of sodium nitroprusside in regulating retinal ganglion cell damage through mitochondrial transcription factor A. Neurosci. Lett. 2016. V. 635. P. 90–96. DOI: 10.1016/j.neulet.2016.10.045
• Lopatina E.V., Yachnev I.L., Penniyaynen V.A., Plakhova V.B., Podzorova S.A., Shelykh T.N, Rogachevsky I.V., Butkevich I.P., Mikhailenko V.A., Kipenko A.V., Krylov B.V. Modulation of signal-transducing function of neuronal membrane Na+,K+-ATPase by endogenous ouabain and low-power infrared radiation leads to pain relief. Med. Chem. 2012. V. 8. №1. P. 33–39.
• Park A.R., Lee H.I., Semjid D., Kim D.K., Chun S.W. Dual effect of exogenous nitric oxide on neuronal excitability in rat substantia gelatinosa neurons. Neural. Plast. 2014. V. 2014. P628531. DOI: 10.1155/2014/628531
• Tyurenkov I., Perfilova V., Vasil’eva O., Rogachevskii I., Penniyaynen V., Shelykh T., Podzorova S., Krylov B, Plakhova V. GABA- and NO-ergic modulators control antinociceptive responses. Act. Nerv. Super. Rediviva. 2018. V. 60. № 1. P. 1–8.
• Wang R., Zhao J., Zhang L., Peng L., Zhang X., Zheng W., Chen H. Genipin derivatives protect RGC-5 from sodium nitroprusside-induced nitrosative stress. Int. J. Mol. Sci. 2016. V. 17. № 1. P. E117. DOI: 10.3390/ijms17010117